原因分析1：组织处理不当。
解决方案1：严格按照《临床技术操作规范病理学分册》进行组织处理，脱水彻底，尽量不选择脂肪多的组织。

原因分析2：未使用粘附载玻片或载玻片防脱效果差。
解决方案2：建议选择粘附效果好的粘附载玻片。

原因分析3：抗原修复过程种操作不当，如修复过度或修复结束后迅速冷却等。
解决方案3：建议按照抗体说明书中的修复方式进行正确的抗原修复操作。

原因分析4：组织切片过厚不均匀。
解决方案4：建议组织切片厚度为3~5um。

原因分析5：烤片条件不当，如烤片的温度偏低、烤片的时间过短等。
解决方案5：建议烤片温度高于包埋的石蜡熔点3-5°C(或60-70°C)为适，烤片时间为50min-90min。

原因分析6：清洗的方式不对，如用力或者直接对着组织冲洗。
解决方案6：冲洗时轻微冲洗或者不直接对着组织冲洗。

原因分析1：抗原修复不当，如抗原修复液的pH值、修复温度或时间不当，水煮修复过程中修复液蒸发过多，造成部分组织没有全程浸泡在修复液中。
解决方案1：按照试剂说明书中建议的修复方式进行正确的抗原修复。

原因分析2：抗体试剂稀释浓度过高。
解决方案2：降低试剂浓度。

原因分析：组织边缘有折叠或者与载玻片黏贴不牢，经加热修复或缓冲液冲洗后，边缘组织浮在载玻片上方，该区域不易被冲洗干净，从而导致此区域染色过深。
解决方案：建议组织前处理规范，切片厚薄适中，使用粘附性能良好的载玻片，冲洗时不直接对着组织冲洗。

原因分析1：组织固定不及时，导致组织内抗原发生弥散。
解决方案1：建议组织及时充分固定。

原因分析2：取材组织受到人为挤压而变形，组织内蛋白弥散。
解决方案2：使用锋利的刀片取材。

原因分析3：受测组织有部分坏死、损伤。
解决方案3：可忽略此物理性损伤部分的染色或重新取材。

原因分析4：组织切片太厚。
解决方案4：建议组织切片厚度一般为3~5μm。

原因分析1：滴加试剂时，试剂未完全覆盖组织。
解决方案1：建议不管自动或者手动滴加试剂后，确保试剂将组织完全覆盖。

原因分析2：自动化加样的玻片倾斜或者放置的孵育盒不平，试剂滴加后流到一边，造成另一边的组织未被试剂覆盖，导致最终“阴阳脸”染色结果。
解决方案2：建议确保自动化加样平台或者孵育盒是保证在水平面的。
原因分析3：滴加试剂到组织上时存在气泡，却没有将气泡除去。
解决方案3：建议滴加试剂后仔细检查，若发现有气泡存在，务必将气泡除去。

原因分析4：组织固定不充分，组织中心抗原丢失。
解决方案4：保证组织的固定是充分完全。

原因分析1：
抗原修复操作不当：
①修复液的温度、时间和pH值未达到要求；
②抗原修复液没及时更换，效价降低。
解决方案1：
①按照一抗说明书中的抗原修复方式进行正确的抗原修复；
②抗原修复液及时更换，保证修复效果。

原因分析2：内源性过氧化物酶阻断剂或血清封闭时间过长，试剂浓度不合适。
解决方案2：使用市售的即用型试剂并按照说明书中建议的孵育方式进行染色。

原因分析3：一抗、二抗检测系统、显色试剂浓度过低。
解决方案3：调整浓缩试剂浓度或使用成熟稳定的即用型试剂。

原因分析4：
试剂质量问题：
①使用已过有效期的试剂，抗体效价降低。
②试剂贮存环境不合格（如建议冷藏的试剂进行冷冻贮存)。
解决方案4：
①使用有效期内且性能良好的试剂进行染色：
②按照说明书建议方式对试剂进行贮存。

原因分析5：一抗、二抗试剂的孵育时间过短、孵育温度过低。
解决方案5：
①延长孵育时间：
②在37℃温箱内孵育。

原因分析6：染色过程中出现试剂流失或者导致干片现象。
解决方案6：确保染色全程试剂不流失和不干片。

原因分析7：切片脱蜡不彻底，导致组织抗原决定簇没有完全暴露。
解决方案7：使用新鲜的二甲苯或其替代品进行脱蜡，确保脱蜡完全。

原因分析1：组织没有及时固定或者固定液使用不当，受测组织中的抗原被破坏或者降解。
解决方案1：新鲜组织及时固定，防止其自溶；使用合适的的固定液（如10%中性缓冲福尔马林固定液等)。

原因分析2：待测组织烤片的温度过高或时间过长，导致抗原降解。
解决方案2：推荐烤片温度以60-70℃，烤片时间为50min-1小时。

原因分析3：待测组织中抗原蛋白含量低，属于低表达或者弱表达。
解决方案3：该染色结果成立，有条件建议使用放大增强的二抗检测系统进行染色。

原因分析1：实验操作不当，如漏加某一试剂或者试剂滴加顺序有误，或者抗原修复操作有误等。
解决方案1：严格按照试剂说明书中建议的实验方法进行染色，并按照一抗说明书中建议的抗原修复方式进行正确的抗原修复。

原因分析2：染色过程中抗体试剂流失或者出现干片现象。
解决方案2：确保染色试剂不流失不干片。

原因分析3：染色试剂失效或者已过保质期。
解决方案3：确保染色试剂性能良好以及在有效期内进行染色。

原因分析4：抗体的孵育时间和温度不足。
解决方案4：建议按照说明书中提供的的孵育时间和温度进行染色。

原因分析5：浓缩试剂稀释时使用不合格的稀释剂或者稀释的比例过高，导致抗体的蛋白含量不足。
解决方案5：建议按照指导意见使用合格的专用浓缩试剂稀释剂和正确的稀释比例对抗体进行稀释。

原因分析6：一抗与二抗检测系统的种属匹配不相符。如：
①一抗为鼠抗，而二抗检测系统为抗兔；
②一抗为兔抗，则二抗检测系统为抗鼠。
解决方案6：根据一抗的种属选择正确的二抗检测系统。

原因分析7：二抗检测系统与显色试剂不匹配。
解决方案7：根据二抗检测系统的种类选择匹配性相符合的显色试剂。

原因分析8：外对照和待测组织抗原含量偏低。
解决方案8：建议使用放大效应更高的二抗检测系统进行染色。

原因分析9：水溶性色原显色后使用了含醇的复染液或用乙醇脱水，二甲苯透明 （如AP-Red、AEC、BCIP/NBT等显色试剂）。
解决方案9：使用正确的复染液封片剂重新染色，如显色后不通过醇类和二甲苯并使用水性封片剂封片。

原因分析：检测组织中没有目标抗原的表达。
解决方案：染色结果按照阴性判读。

原因分析：全片蓝现场常见于自动染色仪的加样针堵塞或者试剂瓶的黄色卡条未去除，出液量不足导致无法结合染色。
解决方案：建议设备定期保养和校准，同时在设备运行前，检查各个设备以及试剂卡条卡扣都正常。

原因分析：全片黄现象在于设备加液端冲洗的管道堵塞造成清洗液冲洗不够。
解决方案：建议设备定期保养，保证管道通畅。

原因分析：减弱现象原因在修复过程中压力、温度没有达到修复标准，修复效能没有达标。
解决方案：建议更换新的修复容器和制定标准的修复条件。

原因分析：原因是众多人切片时，附着人体皮肤脱落的皮屑。
解决方案：建议技术员在切片时候尽量带上手套，并且及时打扫工作台。

原因分析：标签黄原因在于带膜的标签在黏贴过程中没有贴紧，导致在染色过程中DAB液体渗入。
解决方案：建议在贴标签时，仔细压紧粘膜至无空隙。

原因分析：划圈笔效应原因是手工染色试用PAP笔贴着组织边缘划圈，产生明显的疏水效应。
解决方案：建议尽量不用PAP笔，如果确实需要使用PAP笔，注意划圈距离组织大概3mm左右。

原因分析：常见的划痕与切片接触不当有关。
解决方案：建议在加样时保持1-2cm的距离，同时注意放片的角度以及是否是垂直插入切片架。

原因分析：在捞片时将液体小气泡带入组织与防脱片之间，导致切片展片不平整，出现“褶子”。
解决方案：捞片时小心避免出现气泡，待切片充分舒展开在捞片。

原因分析：组织固定不佳，如取材组织过大过厚，固定液量不足，固定时间不充分。
解决方案：建议按照大体组织取材的标准进行取材，组织及时放置10%中性福尔马林液中固定，固定时间充分。

原因分析：组织脱水不足，导致组织内的水份在高压热修复环境中形成密集气泡引起掉片，同时水分子中氧原子在加热过程中发生氧化作用，导致组织染色偏弱或者信号丢失。
解决方案：测量脱水缸的乙醇浓度，制定合理的脱水机更换方案。